一、蛋白表達量低：

1.充分了解研究的蛋白，表達量低適當增加上樣量，20-50μg。

2.本底表達還是誘導表達，非特異性條帶。

3.樣本提取蛋白使用蛋白酶抑制劑，磷酸酶抑制劑，并設置對照，避免蛋白降解。

4.檢查一抗特異性是否適合目的蛋白的種屬，看說明書，一抗二抗最好買經過驗證的。

二、蛋白轉膜效率低：

1.可以麗春紅染色檢查轉膜效率,分子量小的蛋白，注意用小孔莖的膜。

2.適當調整優(yōu)化轉膜的時間和電流。

3.分子量表達低的選擇超敏的發(fā)光液。

有陽性條帶，但條帶比較弱

1.抗體染色不充分：增加抗體濃度，延長孵育時間。

2.酶活性降低：直接將酶和底物進行混合，如果不顯色則說明酶失活了。選擇在有效期內、有活性的酶聯物。

3.標本中靶蛋白含量太低：增加標本上樣量。

4.洗膜過度：縮短洗滌時間。

5.HRP 抑制劑：所用溶液和容器中避免含有疊氮化鈉。

6.抗體活性降低：選擇在有效期內的抗體，工作液現配現用，避免長時間放置。

7.封閉過度：減少封閉劑的量或縮短時間；換用不同封閉劑類型。

8.曝光時間過短：延長曝光時間。

9.HRP 抑制劑：所用溶液和容器中避免含有疊氮化鈉。

背景高

1.上樣量多：適當減少上樣量。

2.洗膜不充分：增加洗液體積和洗滌次數，原則可以快洗慢孵育。

3. 阻斷不充分：選擇合適的封閉試劑，增加封閉液孵育時間，封閉濃度。洗滌液中加入 Tween-20 可減少交叉反應。脫脂奶粉含有的酪蛋白是一種磷酸化蛋白，會結合磷酸化特異性抗體而易產生高背景。使用 BSA 代替奶粉作為封閉劑。

4.抗體過多：降低抗體濃度，使用單抗，減少二抗孵育時間

5.檢測過程中膜干燥：保證充分的反應液，避免出現干膜現象。

6.曝光過度：縮短曝光時間。

7.蛋白降解：使用新鮮樣本，加入蛋白酶抑制劑，在冰上操作。

8.膜的選擇導致的高背景：用低背景的NC 膜替換高背景的PVDF 膜。

9.蛋白存在不同的剪切形式：查閱數據庫文獻，了解蛋白的特異性一抗。

非特異性條帶或蛋白條帶大小不對

1.蛋白降解：加入蛋白酶抑制劑，樣本處理時在冰上操作。

2.目的蛋白有多個亞型，分子量都不同：查閱文獻或數據庫，了解目的蛋白的信息。

3.細胞系傳代次數過多：選擇傳代少的原代細胞系進行樣品制備。

4.目的蛋白具有多種修飾形式，如乙?；⒓谆?、烷基化、磷酸化、糖基化等，查閱文獻或數據庫分析，獲得蛋白序列的修飾位點信息，確定該蛋白是否存在不同長度的編碼mRNA。

5.蛋白有聚合體，如二聚體、四聚體和多聚體：SDS-PAGE 電泳上樣前煮沸 10 min以增強蛋白質解聚變性。

6.上樣量過高或抗體濃度過高：適當減少上樣量和抗體濃度。

7.洗滌不充分

8.一抗特異性不高：重新選擇或制備高特異性的抗體

條帶彎曲，拖尾等不同條帶問題

蛋白轉印效率低

分子量大的蛋白

1.甲醇濃度太高：降低甲醇濃度至 10%（V/V）以下。

2.蛋白結合時間不夠：使用濕轉代替半干轉。延長轉印時間。

3.蛋白凝膠濃度太高：降低凝膠濃度，轉印 buffer 中添加 0.1%SDS，促進蛋白溶解。

分子量小的蛋白

1.小蛋白在膜上結合量少：使用蛋白結合能力更強的膜。增大 SDS-PAGE 凝膠濃度。

2.使用小孔徑印跡膜，如 0.1μm 或 0.2 μm Protran 印跡膜。

3.轉印 buffer 中殘留的 SDS 影響蛋白與膜的結合：轉印 buffer 中不要有 SDS。轉印前凝膠與轉印 buffer 平衡至少 15min 以上。

4.轉印 buffer 中甲醇濃度太低：提高甲醇的濃度（15%-20%）

5.蛋白結合時間不夠：調低電壓，延長轉印時間。

分子量很小的蛋白質＜20KD，選擇什么膜？

1）可選擇孔徑0.22um的PVDF膜或者NC膜，轉膜時間縮短，另外可采用Tricine-SDS-PAGE體系；

2）也可以選擇PSQ 膜，同時縮短轉移時間。也可以將兩張膜疊在一起，再轉移。

顯影時，底片漆黑一片，是為什么？

1） 可能是紅燈造成的, 膠片本來就被曝光了，可以在完全黑暗的情況下操作，看是否有改善。

2）顯影時間過長，一般3-5分鐘就夠了，特殊情況需摸索顯色時間。

膜上出現反像

可能二抗偶聯HRP的濃度過高，可適當降低二抗的濃度。

WB實驗選擇“麗春紅”還是“考馬斯亮藍”染料？

Ponceau S 檢測到的蛋白質水平為 200 ng 以上，與 PVDF、硝化纖維或尼龍膜兼容?？捡R斯亮藍僅與 PVDF 膜兼容，但可以檢測 50 ng 及以上的蛋白質。建議檢測 50-200 ng 范圍內的蛋白質，選擇考馬斯亮藍。但是，在 CST，我們通常首選Ponceau S，因為它速度快、易用、柔和而有效。

Western Blot“淬滅”？

1.含HRP的抗體：抗體方面來說，可以采用適當降低抗體的濃度，發(fā)光實驗時快速操作來解決“淬滅”的問題

2.發(fā)光液：可以選用發(fā)光穩(wěn)定的ECL發(fā)光液來解決“淬滅”的問題。

如何選擇蛋白Marker？

1.根據蛋白Marker分子量范圍：盡可能選擇分子量范圍比較廣的蛋白marker，以便適用于更多蛋白的檢測。如果已經確定集中在大分子量蛋白或小分子量蛋白的檢測，最好選擇對應分子量范圍的marker，以便獲得更好的指示。

2.考慮使用預染蛋白Marker：因為預染Marker在電泳或轉膜過程中可以被直接觀察到，方便我們判斷電泳的進程，如電泳是否發(fā)生異常或是否將目標蛋白完全分開等，也可以判斷轉膜的是否完全，轉膜后還可以直接在膜上標記蛋白分子量。

3.考慮Marker條帶數是否在分子量范圍內分布均勻，沒有廣泛的空白區(qū)域。是否多種顏色，以便于快速識別不同的分子量大小。此外，五顏六色的Marker也為實驗結果添加一抹亮色。還要注意選擇條帶銳利清晰的Marker，這樣才能更精確的指示蛋白的分子量。

WB實驗中如何正確設置內參？

1.根據實驗樣本的種屬選擇適合的內參。如哺乳動物組織或細胞通常用β-actin，GAPDH等，植物樣本，可以選用Plant actin、Rubisco等。

2.根據目的蛋白的表達位置選擇合適的內參。如要檢測全細胞或細胞質中的蛋白表達，可以選擇β-actin，GAPDH和β-Tubulin作為內參，如要檢測細胞核中的蛋白，可以選用PCNA和TBP作為內參，線粒體蛋白的內參選擇COX IV、VDAC1/Porin，胞膜蛋白內參Na+/K+-ATPase 等。

3.一般選擇內參與要檢測的目的蛋白的分子量最好相差5KD以上，以防止條帶互相影響。

免疫組化和WB兩個試驗的一抗和二抗可以共用嗎？

免疫組化可以用來進行定位，但是不能精確定量，而且有時會有假陽性，不易與背景區(qū)分；WB可以特異性檢測某個蛋白質分子，如抗體選擇合適，靈敏度很高。WB進行定量，但是不能定位。

兩種實驗的一抗有時候不能通用，公司的產品說明一般都會說明可以進行什么實驗，在免疫組化時，是否適合石蠟切片或者冰凍切片。

同一蛋白樣品能同時進行兩種因子的WB檢測嗎？

可以，有時如果抗體特異性高且效價高，同時使用2種一抗，可在一張膜上檢測2種不同蛋白。

膜蛋白或胞漿蛋白，WB操作需要注意什么？

如果是膜蛋白和胞漿蛋白，所用的去垢劑要溫和得多，需要加上NaF去抑制磷酸化酶的活性，推薦使用商業(yè)化的混合抑制劑。